Żywa komórka ustroju stanowi generator bioprądów. Jest to wyrazem różnicy potencjału różnego naładowania elektrycznego obu powierzchni błony komórkowej, spowodowanego i utrzymywanego na zasadzie powstawania energii metabolicznej.
Komórkowa czynność bioelektryczna była badana w przeszłości przez szereg autorów (Büllbring, Daniel, Bozler, Scott itd.). Badano elektro- biogenezę komórki mięśnia gładkiego in vitro, zapisując ją za pomocą mikroelektrod umieszczonych w jednej komórce. Powstaje jednak zagadnienie zapisu bioprądów z niektórych obszarów in vivo (w naszym przypadku w obrębie nadżerek szyjki macicy), które byłyby sumą pól elektrycznych wszystkich komórek mięśniowych i nabłonkowych, ułożonych w różnych płaszczyznach i oddzielonych przez obfitą tkankę łączną sprężystą, o innym oporze elektrycznym niż tkanka mięśniowa.
W dobie obecnej istnieją, w niektórych specjalnościach, opracowane metody zapisywania bioprądów, jak np. elektroencefalografia dla mózgu, elektrokardiografia mięśnia serca, elektrogram okolicy zwieraczy dróg żółciowych (A. Nana, C. Toader). W naszej specjalności usiłowaliśmy (dr Turcas, inż. Mustea i dr Mihancea) znaleźć najbardziej odpowiednią aparaturę do oznaczania bioprądów z okolicy szyjki macicy w różnych stanach patologicznych (stany przedrakowe i rakowe w rozmaitych okresach rozwojowych i na różnych etapach leczniczych). Należy zaznaczyć, że dotychczas brak w piśmiennictwie jakiejkolwiek wzmianki, dotyczącej określania potencjału bioelektrycznego w stanach patologicznych szyjki macicy.
W celu oznaczania potencjału bioelektrycznego w obrębie szyjki macicy używaliśmy elektrod nasyconych kalomelem, z korkami z masy ceramicznej w punktach kontaktu z tkanką, zaadaptowanych w sposób specjalny do tej okolicy i mających długość 20 cm.
Badanie różnicy potencjałów wykonywałem stosując metody kompensacji za pomocą mostka Bubois-Pogendorffa, której dokładność wynosi 1 miliwolt. Czułość stosowanego przez nas galwanometru wynosi 4X10~9 amperów.
Przed każdym oznaczeniem dokonywaliśmy zniesienia potencjału asymetrii pomiędzy elektrodami kalomelowymi, zanurzonymi w roztworze 0,15 M chlorku sodowego.
Oznaczenie potencjału bioelektrycznego wykonywaliśmy wg następującej techniki: 1 elektrodę umieszczano w środku zmiany na szyjce, natomiast drugą zakładano kolejno do czterech sklepień pochwy, z następowym obniżeniem prawidłowego pH do 6,9?7,0. Zmiana pH utrwalacza powoduje fałszywy wzrost wskaźnika komórek kwasochłonnych.
Pundel uważa za właściwą do utrwalania mieszaninę, złożoną z 97,5 części alkoholu izopropylowego czystego i 2,5 części kwasu octowego lodowatego. Zaletą tego utrwalacza jest rozpuszczanie krwinek czerwonych, co ułatwia ocenę rozmazów pobranych podczas miesiączkowania lub u chorych z nieprawidłowym krwawieniem.
Prawidłowe utrwalenie wynosi 5 min., może jednak być przedłużone do 2 tygodni. Po tym czasie zachodzą zmiany w obrysie komórek oraz fałszywy wzrost wskaźnika komórek zasadochłonnych. Z tego względu jest godne polecenia, aby podczas śledzenia cyklu miesiączkowego kobiety wykonywać barwienia 2 kolejno pobranych rozmazów. Szkiełka, prawidłowo oznaczone, mogą znajdować się w jednym utrwalaczu. Jest ważne, aby rozmazy były utrwalone bezpośrednio po zabarwieniu, bez ich wysychania na powietrzu.
Przesyłanie rozmazów do niezbyt odległych pracowni cytologicznych może odbyć się w naczyniach z utrwalaczem. Przesyłanie jednak naczyń z płynem utrwalającym drogą pocztową, jak to czynią niektórzy, nie jest pozbawione powikłań (pęknięcie naczynia, rozlanie utrwalacza, zniekształcenie rozmazu).
Celem uniknięcia tych niedogodności, Ayre i Dakin (1946), po utrwaleniu rozmazów w płynie utrwalającym pokrywają każdy preparat kroplą gliceryny, a następnie innym szkiełkiem podstawowym, ściśle przyciśniętym za pomocą gumki. W ten sposób przygotowane rozmazy mogą być przesyłane pocztą, w małym pudełeczku. Opisany sposób dobrze zachowuje prawidłowe powinowactwo komórek do barwników; w pracowni glicerynę spłukuje się alkoholem, co powoduje jednak utratę elementów komórkowych rozmazu.
Pundel (1966) zaleca zanurzenie rozmazów w zwykłym płynie utrwalającym na 20 minut, następnie w płynie utrwalającym Hinglaisa (4 części 95% alkoholu etylowego i 1 część czystej gliceryny) w ciągu 1 minuty, po czym pozwala im się wyschnąć. Wyparowanie alkoholu pozostawia na powierzchni cienką błonę glicerynową pokrywającą komórki, co uniemożliwia ich wysychanie. Po takim przygotowaniu preparaty mogą być odesłane do pracowni, zawinięte w kartonik. W pracowni rozmazy należy umieścić ponownie w utrwalaczu.
Autorzy amerykańscy stosują różne mieszanki utrwalające, które pokrywają szkiełka błoną ochronną, rozpuszczalną w wodzie lub alkoholu. Podobne sposoby stosuje się przede wszystkim dla zabezpieczenia rozmazów pobranych dla wykrywania raka, ponieważ wywołują one pewne zmiany właściwości barwliwych komórek, szczególnie ważnych dla prawidłowej oceny rozmazu cytohormonalnego.