Żywa komórka ustroju stanowi generator bioprądów. Jest to wyrazem różnicy potencjału różnego naładowania elektrycznego obu powierzchni błony komórkowej, spowodowanego i utrzymywanego na zasadzie po­wstawania energii metabolicznej.

Komórkowa czynność bioelektryczna była badana w przeszłości przez szereg autorów (Büllbring, Daniel, Bozler, Scott itd.). Badano elektro- biogenezę komórki mięśnia gładkiego in vitro, zapisując ją za pomocą mikroelektrod umieszczonych w jednej komórce. Powstaje jednak zagad­nienie zapisu bioprądów z niektórych obszarów in vivo (w naszym przy­padku w obrębie nadżerek szyjki macicy), które byłyby sumą pól elek­trycznych wszystkich komórek mięśniowych i nabłonkowych, ułożonych w różnych płaszczyznach i oddzielonych przez obfitą tkankę łączną sprę­żystą, o innym oporze elektrycznym niż tkanka mięśniowa.

W dobie obecnej istnieją, w niektórych specjalnościach, opracowane metody zapisywania bioprądów, jak np. elektroencefalografia dla mózgu, elektrokardiografia mięśnia serca, elektrogram okolicy zwieraczy dróg żółciowych (A. Nana, C. Toader). W naszej specjalności usiłowaliśmy (dr Turcas, inż. Mustea i dr Mihancea) znaleźć najbardziej odpowiednią aparaturę do oznaczania bioprądów z okolicy szyjki macicy w różnych stanach patologicznych (stany przedrakowe i rakowe w rozmaitych okre­sach rozwojowych i na różnych etapach leczniczych). Należy zaznaczyć, że dotychczas brak w piśmiennictwie jakiejkolwiek wzmianki, dotyczącej określania potencjału bioelektrycznego w stanach patologicznych szyjki macicy.

W celu oznaczania potencjału bioelektrycznego w obrębie szyjki macicy używaliśmy elektrod nasyconych kalomelem, z korkami z masy ceramicz­nej w punktach kontaktu z tkanką, zaadaptowanych w sposób specjalny do tej okolicy i mających długość 20 cm.

Badanie różnicy potencjałów wykonywałem stosując metody kompensa­cji za pomocą mostka Bubois-Pogendorffa, której dokładność wynosi 1 miliwolt. Czułość stosowanego przez nas galwanometru wynosi 4X10~⁹ amperów.

Przed każdym oznaczeniem dokonywaliśmy zniesienia potencjału asy­metrii pomiędzy elektrodami kalomelowymi, zanurzonymi w roztworze 0,15 M chlorku sodowego.

Oznaczenie potencjału bioelektrycznego wykonywaliśmy wg następu­jącej techniki: 1 elektrodę umieszczano w środku zmiany na szyjce, nato­miast drugą zakładano kolejno do czterech sklepień pochwy, z następowym obniżeniem prawidłowego pH do 6,9?7,0. Zmiana pH utrwalacza powoduje fałszywy wzrost wskaźnika komórek kwasochłonnych.

Pundel uważa za właściwą do utrwalania mieszaninę, złożoną z 97,5 czę­ści alkoholu izopropylowego czystego i 2,5 części kwasu octowego lodowa­tego. Zaletą tego utrwalacza jest rozpuszczanie krwinek czerwonych, co ułatwia ocenę rozmazów pobranych podczas miesiączkowania lub u cho­rych z nieprawidłowym krwawieniem.

Prawidłowe utrwalenie wynosi 5 min., może jednak być przedłużone do 2 tygodni. Po tym czasie zachodzą zmiany w obrysie komórek oraz fałszywy wzrost wskaźnika komórek zasadochłonnych. Z tego względu jest godne polecenia, aby podczas śledzenia cyklu miesiączkowego kobiety wykonywać barwienia 2 kolejno pobranych rozmazów. Szkiełka, prawi­dłowo oznaczone, mogą znajdować się w jednym utrwalaczu. Jest ważne, aby rozmazy były utrwalone bezpośrednio po zabarwieniu, bez ich wysy­chania na powietrzu.

Przesyłanie rozmazów do niezbyt odległych pracowni cytologicznych może odbyć się w naczyniach z utrwalaczem. Przesyłanie jednak naczyń z płynem utrwalającym drogą pocztową, jak to czynią niektórzy, nie jest pozbawione powikłań (pęknięcie naczynia, rozlanie utrwalacza, zniekształ­cenie rozmazu).

Celem uniknięcia tych niedogodności, Ayre i Dakin (1946), po utrwale­niu rozmazów w płynie utrwalającym pokrywają każdy preparat kroplą gliceryny, a następnie innym szkiełkiem podstawowym, ściśle przyciśnię­tym za pomocą gumki. W ten sposób przygotowane rozmazy mogą być przesyłane pocztą, w małym pudełeczku. Opisany sposób dobrze zacho­wuje prawidłowe powinowactwo komórek do barwników; w pracowni glicerynę spłukuje się alkoholem, co powoduje jednak utratę elementów komórkowych rozmazu.

Pundel (1966) zaleca zanurzenie rozmazów w zwykłym płynie utrwala­jącym na 20 minut, następnie w płynie utrwalającym Hinglaisa (4 części 95% alkoholu etylowego i 1 część czystej gliceryny) w ciągu 1 minuty, po czym pozwala im się wyschnąć. Wyparowanie alkoholu pozostawia na powierzchni cienką błonę glicerynową pokrywającą komórki, co unie­możliwia ich wysychanie. Po takim przygotowaniu preparaty mogą być odesłane do pracowni, zawinięte w kartonik. W pracowni rozmazy należy umieścić ponownie w utrwalaczu.

Autorzy amerykańscy stosują różne mieszanki utrwalające, które po­krywają szkiełka błoną ochronną, rozpuszczalną w wodzie lub alkoholu. Podobne sposoby stosuje się przede wszystkim dla zabezpieczenia roz­mazów pobranych dla wykrywania raka, ponieważ wywołują one pewne zmiany właściwości barwliwych komórek, szczególnie ważnych dla pra­widłowej oceny rozmazu cytohormonalnego.